不知楼主的纯化目标是什么？是只想得到较纯的目的蛋白做分析呢？纯度有何要求？还是需要优化工艺提高收率和分辨率？如果是后者，选择一个合适的填料是首要的，主要考察其结合能力、分辨率，可尝试一下强阴的Q；其次是筛选一个合适的上样条件，离子交换也就是筛选合适的上样pH，阴离子结合洗脱模式一般高于等电点0.5个pH以上，当然要注意上样时电导率低一些（一般<5 mS/cm）；在填料和上样条件确定的情况下，就要去测你目的蛋白的动态结合载量（DBC），这样，你才能确定你的上样量，避免流穿；洗脱可用线性梯度洗脱来提高分辨率和收率，再由线性洗脱条件转化为阶梯洗脱，以节约时间和Buffer。根据你的情况，建议降低上样量，看是否还会有流穿，用盐浓度线性梯度洗脱，0-20%B （1 M NaCl），20 CV，分管收集看主要成分在哪里。

首先介质本有自己性能，即自身的动态载量，这个载量会随着样品的性质发生改变，也会随流速改变。有较大的穿透，证明在该条件下已达到你的动态载量。

我个人介意从以下几个方面入手：1、降低平衡液电导与样品电导。之前你用还原剂，样品中电导值必然会比较高。通过稀释降低电导值。2、提高上样pH,你也尝试了，可以进一步探索，在保证蛋白性质不改变情况下。3、降低流速，高流速下，结合性能下降。3、更换介质，DEAE属于弱阴离子交换，可以换成强阴离子试试。你的基架，琼脂糖的，可以换成其他种类，推荐你可以试试 ABI的POROS Q。

1、透析或者用超滤离心管换液至平衡缓冲液，可以有效降低样品电导值。2、既然pH你已经做过实验了，影响不大，那平衡液的电导值呢？ 50mM的浓度你是怎么得来了，一般都会产用20mM作为起始离子强度，若结合效果好，可再进一步优化。既然你为了保证不穿透，可以尝试降低你的平衡液浓度，10mM 20mM均可。3、 流速，你给我的是体积流速，你柱子是多少尺寸的，你可以自己换算下，推荐线性流速100cm/h时，看有木有增加你的结合量。4、缓冲液阴离子一般就用Tris 其PK大概在8.0左右，缓冲效果好，无需更换成PB。